Page du Webinar « Les bonnes pratiques d’anesthésie des petits mammifères exotiques »

Intubation blind technique

Objectifs

Webinar d’éducation continue (approuvé par le R.A.C.E. en Amérique du Nord)

Presentatrice : Jody Nugent-Deal, Technicienne vétérinaire, Technicienne specialisée vétérinaire (TSV) (Anesthésie/Analgésie), TSV (Animaux Exotiques de Compagnie)

Les petits mammifères de compagnie peuvent représenter un défi pour l’induction, le maintien et le réveil lors d’une anesthésie générale. Ce webinar de formation continue approuvé par l’Association Américaine des Conseils d’Etat Vétérinaires (AAVSB) explore l’anesthésie pratique des petits mammifères exotiques de compagnine, de l’évaluation du patient et l’induction anesthésique jusqu’au monitoring et le réveil. L’utilisation des agents de prémédication, d’induction et de maintenance, et des analgésiques postopératoires sera discutée. Les techniques d’anesthésie multimodale, telles que l’anesthésie épidurale et les perfusions continues seront aussi discutées.

Aperçu de la conférence

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A propos de la conférencière

Jody Nugent-Deal est une technicienne vétérinaire agréée et une technicienne vétérinaire spécialisée en anesthésie/analgésie et pratique Clinique des animaux exotiques de compagnie. Jody travaille à l’Université de Californie au sein de l’Hopital Universitaire Vétérinaire de Davis (Davis Veterinary Medical Teaching Hospital) depuis 1999, a travaillé dans le Service pour Animaux Exotiques de Compagnie pendant 10 ans et actuellement dans le Département d’Anesthésie des Petits Animaux, dont elle est la responsable. Mme Nugent-Deal est un membre fondateur l’Académie des Techniciens Vétérinaires en Pratique Clinique et elle est la Secrétaire Exécutive du groupe ainsi que la Présidence du Comité d’Appel. Jody est un membre actif de l’Académie des Techniciens Vétérinaires en Anesthésie et Analgésie, et a participé aux Comités de Nomination, d’Accréditation et d’Appel.

Enregistrement du Webinar en Anglais

Pour information : La conference, incluant plusieurs pauses pour problèmes techniques, dure approximativement 75 minutes. Une pause commence 22:40 et la conference reprend au temps 28:40. Avec les questions-réponses, le clip video dure au total 1h45.

Vidéos

Vidéos partagées par Mme Nugent-Deal

Technique d’Intubation à l’oreille 1 Diapositive 20; Note: Cette vidéo n’a pas de son, cependant la conférencière décrit la technique dans le webinar disponible ci-dessus au temps 19:53

Technique d’Intubation à vue Diapositive 21 ;

Note: Cette vidéo n’a pas de son, cependant la conférencière décrit la technique dans le webinar disponible ci-dessus au temps 28 :40

Diapositive

 

Formulaire d’évaluation

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Questions + Réponses

Malgré une longue session de questions/réponses, 42 questions des participants n’ont pu être répondues pendant la session live et ont été répondues par email.

La plupart des questions et réponses concernant l’anesthésie des petits mammifères exotiques sont listées ci-après :

EXAMENS PRE-ANESTHESIQUES

Q: Effectuez-vous des bilans biochimiques et NFS (numeration et formule sanguines) sur vos patients ?

R: Dans un monde ideal, nous devrions effectuer un bilan hématologique et biochimique complet sur chaque patient avant de les anesthésier, quelle que soit leur taille. Si vous travaillez avec un laboratoire externe, demandez-leur d’abord la quantité de sang minimale nécessaire. Dans notre clinique, nous pouvons faire un bilan hématologique et biochimique complet avec 0.7 mL de sang, nous permettant de faire une évaluation préanesthésique complète sur la plupart des patients. Si vous ne pouvez pas faire de bilan complet, essayez au moins de faire a minima l’hématocrite/protéines totales, la glycémie et l’urémie (des bandelettes de type Azostix® peuvent être utilisées pour estimer l’urée et ne nécessitent qu’une seule goutte de sang).
Dans le cas d’un patient jeune et en bonne santé, votre vétérinaire peut choisir de ne pas faire d’analyse de sang mais dans l’hôpital où je travaille, le bilan est systématiquement proposé aux clients.

PREMEDICATION

Q: Quelles molécules utilisez-vous pour la prémédication et l’induction des hamsters ?

R: Il n’y a pas de protocole unique pour tous les patients. Le protocole doit être déterminé sur mesure pour chaque patient.

Pour beaucoup de petits mammifères de compagnie, dont les hamsters, nous utilisons généralement un opioïde associé à une benzodiazépine comme le midazolam, +/- du glycopyrrolate.

J’utilise le terme générique “opioïde” car pour les procédures non douloureuses, l’opioïde choisi est généralement le butorphanol. Pour une procédure faiblement à modérément douloureuse, la buprénorphine est généralement choisie. Pour la plupart des autres procédures, il est mieux de choisir un opioïde mu agoniste pur. Nous utilisons beaucoup l’oxymorphone, mais une autre molécule peut être utilisée.

Vous pouvez utilisez des agents comme la kétamine, la dexmédétomidine ou autres, mais je trouve que la combinaison opioïde + midazolam donne d’excellents résultats.

Q: Préférez-vous le glycopyrrolate à l’atropine pour augmenter la fréquence cardiaque et réduire les sécrétions chez les petits mammifères ?

R: Nous utilisons beaucoup le glycopyrrolate. Malheureusement cette molécule coute très cher aux Etats-Unis, mais comme nos patients sont heureusement très petits, nous pouvons quand même l’utiliser.

Il est possible d’utiliser l’atropine à sa place chez beaucoup de petits mammifères, mais n’oubliez pas qu’environ 1/3 des lapins possèdent l’enzyme atropinase. De ce fait, l’atropine ne fonctionnera pas car l’action de la molécule sera bloquée.

Souvenez-vous également que l’atropine a une durée d’action plus courte et qu’elle agit vite. Le glycopyrrolate a une action plus longue et agit plus lentement. De ce fait, en cas de situation d’urgence, utilisez toujours l’atropine en premier et le glycopyrrolate seulement dans un second temps.

Q: Où vous procurez-vous le glycopyrrolate ? Il est en rupture de stock depuis bientôt 2 ans.

R: Jody a indiqué qu’elle se procurait le glycopyrrolate sans difficulté à UC Davis, et un autre participant a mentionné le fournisseur Roadrunner Pharmacy.

INTUBATION ENDOTRACHEALE

Q: Recommandez-vous l’intubation même si nous n’avons pas de capnographe dans la clinique?

R : Oui absolument ! Nous recommandons de sécuriser les voies respiratoires autant que cela est possible, avec ou sans capnographie.

Q : Est-ce que vous arrivez à sentir [le déplacement du palais mou] ou est-ce que vous vous fiez surtout à la perception de la respiration dans le tube ?

R: Non. La plupart du temps, je n’arrive pas à sentir le tube endotrachéal toucher le palais mou et le repousser. Le tube se dirige naturellement vers le palais mou et le repousse. Si je n’arrive pas à repousser le palais mou, je ne m’en rends compte que si le tube se retrouve dans l’œsophage et non pas dans la trachée.

Q : Comment savez-vous jusqu’où pousser le tube endotrachéal ?

R : Comme chez les chiens et chats, le tube doit être prémesuré. L’extrémité du tube endotrachéal doit arriver à l’entrée du thorax. La plupart des tubes ont des inscriptions chiffrées qui aident à les prémesurer.

Q : Pour une procédure de dentisterie, recommandez-vous l’intubation ? Lorsque j’ai essayé, j’ai trouvé que je manquais de place dans la cavité buccale.

R : Notre dentiste préfèrerait que nous n’intubions PAS ces patients, mais nous intubons généralement tous les lapins et furets. Quant aux cochons d’Inde, chinchillas et autres rongeurs de plus petite taille, nous ne les intubons pas principalement par manque d’espace dans la cavité buccale pour les procédures, mais aussi car ils sont très difficiles à intuber.

Mais même chez un lapin nain Néerlandais, intubé avec un tube de diamètre 2.0, notre dentiste arrive à travailler autour du tube. La plupart du temps, nous devons détacher le tube et l’anesthésiste déplace le tube d’un côté à l’autre en fonction des besoins.

Q: Est-ce que l’utilisation de colle chirurgicale est possible [pour attacher le tube au lieu des sutures] ?

R: Non, je ne recommanderais pas l’utilisation de colle chirurgicale. Je craindrais que cela ne maintienne pas aussi bien le tube en place. J’ai déjà utilisé des agrafes pour fixer le tube et le tube n’est pas resté en place.

V-GEL®

Q: Les v-gels sont-ils plus recommandés par rapport aux tubes endotrachéaux si l’on manque d’expérience pour intuber les lapins ?

R: Si vous n’avez pas la possibilité d’être formé à intuber les lapins correctement, je pense que les v-gels sont une bonne alternative, meilleure que de maintenir les patients au masque. Comparé à l’intubation, l’apprentissage du placement des v-gels est assez rapide. Ils sont très faciles à placer.

Q: L’utilisation des v-gels nécessite-t-elle d’avoir un capnographe ?

R: Oui. Le fabriquant recommande fortement l’utilisation d’un capnographe afin de pouvoir détecter si le v-gel se déplace et ne sécurise plus les voies respiratoires. Cela nous est déjà arrivé.

UTILISATION DES MASQUES

Q: Pouvez-vous nous expliquer comment vous fabriquez ces mini-masques et les adaptez aux circuits ?

R: Lorsque nous fabriquons nos propres masques, nous devons être inventifs. Nous utilisons des seringues de 6 mL, 12 mL ou parfois plus grandes et nous sectionnons le fond de la seringue. Nous l’adaptons ensuite sur un coude. Il n’y a pas forcément besoin d’utiliser un coude, mais n’importe quoi qui peut s’adapter sur un circuit de Bain ou un circuit non réinhalant. Ensuite, nous collons la seringue au coude à l’aide de colle époxy à séchage rapide.

MONITORING


Q: Pouvez-vous nous parler de l’évaluation de la profondeur anesthésique chez les petits mammifères ?

R : Nous utilisons les même types de tests que chez les chiens et les chats pour évaluer la profondeur de l’anesthésie. Les plans anesthésiques sont aussi les mêmes. Dans la plupart des cas, les techniques qui permettent de monitorer la profondeur de l’anesthésie sont similaires. Nous évaluons la sensibilité des doigts, la tonicité de la mâchoire, les réflexes palpébraux et cornéens. Parfois, la tonicité de la mâchoire est difficile à évaluer chez les petits mammifères comme les lapins, cochons d’inde et chinchillas, car la gueule ne peut pas s’ouvrir très grand, mais il est toujours possible d’évaluer la tendance.

Q: Nous mesurons la pression artérielle (PA) chez les lapins et les furets, mais cela est difficile chez les plus petites espèces car le brassard est trop grand. Existe-t-il de plus petits brassards ?

R: Malheureusement il n’existe pas de très bonne option pour les très petits patients. J’ai cherché à acheter des brassards pour rats, souris et autres petits patients, mais à l’heure actuelle il n’y a pas de brassard adéquat commercialisé. Il en existait pour animaux de laboratoire, mais ils ne sont plus disponibles.
Donc, ce que nous faisons, c’est utiliser un brassard taille #1 chez la plupart de nos petits patients. Les autres options sont d’utiliser des brassards pour pression digitée ou pénienne pour les humains. Vous pouvez les trouver en très petite taille comme 1.6 ou 1.9. Je les utilise pour les tout petits patients.
N’oubliez pas que vous ne trouverez pas le brassard parfait pour les patients avec de toutes petites pattes, mais l’essentiel est de suivre la tendance. Aussi, le brassard sera parfois plus ajusté sur les pattes arrière que les pattes avant.

Q: Quel est le meilleur appareil de mesure de la pression artérielle (PA) pour les furets et cochons d’Inde ?

R: Si vous n’utilisez pas de méthode de mesure de pression artérielle directe, le Doppler est la méthode qui fournit les mesures les plus précises.
Les moniteurs oscillométriques sont programmés pour ressentir la pression et le pouls dans le brassard, et fonctionnent à l’aide d’un algorithme. Comme nos patients sont tout petits, ces moniteurs ne fonctionnent pas très bien chez eux. Ce que je dis toujours c’est que les appareils de mesure oscillométrique ne fonctionneront pas bien chez les très petits chiens ou chats, chez les petits exotiques, ou chez les patients bradycardes ou tachycardes, ou chez les patients très arythmiques, ainsi nous avons tendance à préférer la méthode Doppler et la mesure de la pression artérielle moyenne.

Q: Je me demandais à quel endroit vous preniez la mesure de pression artérielle

R : Pour la plupart des petits mammifères de compagnie, nous plaçons la sonde Doppler sur la face médiale du membre thoracique (artère carpienne radiale) ou sur la face médiale du membre pelvien (artère fémorale ou podale dorsale). Ensuite, nous plaçons le brassard proximalement à ce point. L’artère caudale peut aussi être utilisée chez le furet.


Q: Quel est le capnographe le plus communément utilisé ?

R : Il y a de nombreux capnographes disponibles sur le marché aujourd’hui. Un des modèles les plus populaires est probablement EMMA de Masimo. Ce sont de petits capnographes très pratiques car ils possèdent des embouts pédiatriques et adultes, ainsi l’espace mort peut être réduit. C’est un capnographe mainstream ; il n’a pas de fonction side stream, mais il est très portable ce qui s’avère très utile pour certains patients.
La marque Tidal Wave était très populaire, mais leurs produits semblent être retirés du marché. SurgiVet est aussi populaire.
Bien entendu, il y a aussi de nombreux modèles de moniteurs multiparamétriques dans lesquels la capnographie est inclue.

EPIDURALES

Q: Quelle taille d’aiguille spinale utilisez-vous ?

R: Référez-vous à l’encadré 1 de la page LafeberVet “Anesthésie épidurale chez les petits mammifères” pour les tailles d’aiguille recommandées chez différents petits mammifères.

Q: Quel opioïdes utilisez-vous dans les épidurales pour les petits mammifères ?

R : Les opioïdes que nous utilisons les plus souvent, chez toutes les espèces, sont la morphine et la buprénorphine sans conservateur. La plupart du temps, nous utilisons la morphine sans conservateur. La buprénorphine est moins souvent utilisée. Il s’agit de la buprénorphine normale, « ancienne », sans libération prolongée.
Bien que ce ne soient pas des opioïdes, nous ajoutons souvent de la lidocaïne ou de la bupivacaïne.

PERFUSIONS CONTINUE (ou CRI ou CONSTANT-RATE INFUSIONS)

Q: Que pensez-vous fentanyl?

R: Nous utilisons le fentanyl en CRI chez de nombreux patients sous anesthésie. N’oubliez pas que le fentanyl ne devrait être utilisé que si le patient est intubé car il peut causer des dépressions respiratoires assez sévères.

Q: Quelle dose de fentanyl utilisez-vous en CRI pour un furet ou un lapin ?

R : Les doses pour les petits mammifères comme les lapins et les furets sont généralement plus élevées. Dans notre clinique, nous utilisons 1 µg/kg/minute. En comparaison, la dose utilisée chez les chats est de 0.2-0.4 µg/kg/min et chez les chiens 0.5-0.7 µg/kg/min. La dose de charge pour les petits mammifères est souvent de 5-10 µg/kg. Des recherches supplémentaires sont nécessaires pour évaluer la pharmacocinétique de ces doses chez les petits mammifères de compagnie.

Attention: Une CRI de fentanyl ne doit être envisagée que si le patient est intubé. Les doses décrites ci-dessus peuvent être utilisées chez les autres petits mammifères de compagnie comme les cochons d’Inde et les chinchillas mais seulement si le patient est intubé.

UN CAS DE HAMSTER

Q: [J’essaye] de comprendre ce qui s’est mal passé avec un patient hamster. Nous n’en soignons pas beaucoup et nous avons utilisé de la kétamine, de la buprénorphine et de la dexmédétomidine. Environ 45 minutes après la chirurgie, le hamster est devenu comateux, nous avons cru qu’il était mort, mais après environ 1 heure, ses vibrisses ont commencé à bouger et il est revenu d’entre les morts ! Le corps était froid et les battements cardiaques n’étaient plus audibles.

R: Plusieurs choses ont pu se passer ici.

  • Probablement le plus important est que ces patients ont un ratio surface:volume élevé, ainsi ils ont très vite froid
  • Le patient recevait-il des gaz inhalés ? Si le patient est sévèrement hypotherme, cela réduit la MAC.
  • Les patients peuvent être surdosés, et cela peut être aggravé par l’hypothermie.
  • Enfin, la kétamine comme la dexmédetomidine peuvent entrainer un état comateux. Dans une telle situation, si je craignais le décès de mon patient, je réverserais la dexmédétomidine.

Liens

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Approbation par le R.A.C.E.

Ce programme a été revu et approuvé par le Registre d’Accréditation de la Formation Continue (R.A.C.E.) de l’Association Américaine des Conseils d’Etat Vétérinaires (AAVSB). Il correspond à 1 heure de formation continue dans les jurisdictions reconnaissant l’accréditation R.A.C.E. AASVB.

N’hésitez pas à contacter le programme R.A.C.E. AAVSB si vous avez des commentaires ou questions concernant la validité de ce programme ou sa pertinence pour la profession vétérinaire.