Anestesia & Analgesia en Reptiles

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Objetivos

El estudio de la anestesia y la analgesia en los reptiles ha crecido significativamente y hay información disponible en la literatura para ayudar a tomar decisiones clínicas sólidas para estos pacientes. Los reptiles a menudo son considerados animales estoicos que no demuestran muchos cambios de comportamiento, sin embargo, esta es una idea falsa y cualquier persona que trabaja con ellos debe familiarizarse con los signos de dolor e incomodidad. También es importante recordar que el efecto analgésico proporcionado por la anestesia general es de duración corta, solo hasta el punto de recuperación y los protocolos analgésicos deben ser instituidos en todos los casos en los cuales los estímulos dolorosos son inevitables. Debemos pensar en la anestesia y la analgesia como dos componentes diferentes de una modalidad, siendo ambos esenciales para su éxito.

Los objetivos del seminario incluirán:
I. Introducción – Definiciones
II. Analgesia

  1. Principios y conceptos
  2. Analgésicos
  3. Reconocimiento del dolor
  4. Revisión de los protocolos analgésicos
III. Anestesia

  1. Principios y conceptos
  2. Agentes anestésicos
  3. Revisión de protocolos anestésicos
  4. Monitoreo
  5. Claves para una anestesia exitosa

Acerca del presentador

El Dr. Nevarez obtuvo el Diplomado del Colegio Americano de Medicina Zoológica y del Colegio Europeo de Medicina Zoológica (Herpetología) en el 2011. Ha sido profesor del servicio de Medicina Zoológica en la Escuela de Medicina Veterinaria de la Universidad de Wisconsin desde el 2003, donde también trabaja como director del Hospital de Vida Silvestre de Louisiana.[MORE]

Grabación del Seminario en Línea

Descargue la Presentación

Descargue la presentación de PowerPoint del Dr. Nevarez: PDF (6 MB)

 

Sesión de Preguntas y Respuestas

Aunque muchas preguntas fueron contestadas durante la sesión en vivo del webinar, las preguntas restantes fueron contestadas por email y se resumen a continuación:

Principios generales Anestesia Inhalante Inyecciones
Signos de dolor Monitoreo Misceláneo
Período pre-operatorio Catéteres y fluidos Referencias
Agentes y/o rutas Venopunción

PRINCIPIOS GENERALES

P: El metabolismo de los fármacos puede ser afectado significativamente por las fluctuaciones externas de temperatura?
R: Sí. Definitivamente hay un efecto con la temperatura. Cuanto más cerca está el reptil de su zona de temperatura óptima preferida, más eficientemente se metabolizan los fármacos y eliminan los agentes anestésicos, lo cual ayuda durante la recuperación de los animales después de la anestesia.

 

P: Cuál es la tasa de mortalidad asociada con la anestesia en los reptiles?
R: No conozco ningún estudio en la literatura que documente la tasa de mortalidad. Por supuesto esta va a depender del estado de salud del animal, el tipo de procedimiento, etc. Yo diría que en general, en comparación con los mamíferos y las aves, la tasa de mortalidad es probablemente menor en los reptiles. No vemos tantas mortalidades, pero si observamos recuperaciones mucho más prolongadas.

SIGNOS DE DOLOR

P: Existe alguna correlación entre el dolor y el uso de las piernas en los quelonios con lesiones carapaciales de la línea media?

R: Esa es una muy buena pregunta. No sé acerca de la correlación entre el dolor y el uso de las piernas, pero una cosa que sabemos acerca de los reptiles es que tienden a tener una gran cantidad de inervación periférica que es independiente de la inervación central. Aunque se necesita más investigación, la respuesta corta a esta pregunta es: no conozco de estudios que demuestren una correlación particular entre el dolor y el uso de las piernas.

Hemos visto quelonios que tienen lesiones carapaciales centrales o incluso lesiones espinales transversales completas —sin conexión alguna— que todavía son capaces de mover sus extremidades. El sistema nervioso de los reptiles es muy diferente. Tiene varias vías periféricas. Ciertamente verás animales que exhiben menos uso de las extremidades, pero es difícil decir si es a causa de una lesión del sistema nervioso o del dolor.

 

PERÍODO PRE-OPERATORIO

P: Cree usted que es importante obtener una química sanguínea en los reptiles adultos antes de administrar un antiinflamatorio no esteroideo (AINE), como lo hacemos a menudo con los mamíferos?

R: En general, los animales exóticos parecen ser mucho más tolerantes a los AINEs y no tienen tantos efectos secundarios como se observa en los mamíferos domésticos. Esto también se evidencia por las dosificaciones más altas que usamos en las especies exóticas. Por supuesto que obtener una química sanguínea es siempre ideal.

También es importante considerar el estado de hidratación. Siempre nos preocupa el uso de AINEs en pacientes que están muy deshidratados. En estos pacientes se deben administrar fluidos simultáneamente con la administración del AINE. Definitivamente se debe monitorear por efectos secundarios, pero los reptiles no son tan sensibles a los efectos secundarios de los AINEs como los perros y gatos.

 

P: Por cuánto tiempo se debe dejar en ayunas al reptil?

R: Esto dependerá de la especie. Normalmente hacemos un ayuno corto de pocas horas (2-3). Una gran ventaja de los reptiles es que el veterinario puede tener un mejor control de la glotis, por lo que la neumonía por aspiración es mucho menos probable que suceda en comparación con un ave. Pero todo depende de la especie, de sus hábitos alimenticios y de su metabolismo.

Realmente la mayoría de los reptiles se pueden dejar en ayunas por uno o dos días antes del procedimiento. Sólo hay casos raros cuando se tiene un reptil que come constantemente como un perro o gato u otros mamíferos. Así que el ayuno no suele ser tan preocupante.

Clínicamente, no es algo en lo que pensamos constantemente, aparte de asegurarnos que si tenemos una serpiente, esta no sea alimentada el día anterior. Los quelonios tienden a comer más constantemente y normalmente retiramos su comida 2-3 horas antes del procedimiento.

 

P: Está contraindicada la terapia pre-operatoria de oxígeno?

R: Buena pregunta. No creo que la pre-oxigenación este CONTRAINDICADA, pero no creo que alguien haya hecho estudios para medir el beneficio de la pre-oxigenación en los reptiles como se ha hecho en otras especies. No creo que necesariamente vaya a observar un efecto perjudicial significativo para la anestesia, pero tiene que tener en cuenta que la pre-oxigenación puede producir apnea mucho antes, aunque la mayoría de los reptiles bajo anestesia desarrollan apnea de todos modos. No se debe olvidar de implementar la ventilación con presión positiva intermitente.

Así que no creo que sea necesariamente una mala idea, pero no hay suficiente información sobre lo útil que es. Es algo que los veterinarios pueden intentar. Creo que la pre-oxigenación sería más una consideración si el reptil tiene una enfermedad respiratoria y la capacidad de mover el oxígeno esta alterada de cualquier manera o forma. La pre-oxigenación también puede ser considerada en los animales anémicos. En los animales que no sufren de estas condiciones, puede ser difícil medir el beneficio de la pre-oxigenación.

 

AGENTES ESPECÍFICOS Y/O VÍA DE ADMINISTRACIÓN

P: Inyecta usted toda la dosis de alfaxalona en un mismo lugar? Porque el volumen es generalmente bastante alto para los animales grandes.
R: Depende del volumen y el tamaño del animal. En los animales más grandes el volumen de alfaxalona es grande, por lo que a veces es necesario dividirlo entre varios sitios si se administra por la vía intramuscular. Si se administra por la vía intravenosa, se puede dar la dosis completa.

P: Utiliza usted una botella nueva de alfaxalona cada vez o por cuanto tiempo la re-utiliza? Nosotros experimentamos una eficacia muy variable cuando utilizamos la misma botella por un período largo de tiempo.
R: En los Estados Unidos, la alfaxalona está etiquetada para un solo uso, por lo que se debe desechar la botella después de usarla. Así que nosotros [LSU-SVM] no la guardamos. La botella se abre y debe ser desechada ese mismo día.

Si alguien está buscando la efectividad después del almacenamiento, entonces tienen que mirar la formulación dependiendo del país en el que se encuentran. No estoy seguro si las formulaciones de otros países se pueden mantener por más tiempo o no.

P: Cuál es la dosis de alfaxalona para la infusión intravenosa continua?

R: No se ha hecho ninguna investigación sobre la infusión intravenosa continua con alfaxalona; no hay dosis disponibles en la literatura en este momento. La alfaxalona se mencionó porque es una droga que PUEDE ser utilizada ya que no se acumula en el sistema; es metabolizada y excretada de una manera más rápida.

Por ejemplo, si consideramos la medicina de pequeños animales y extrapolamos su sistema de dosificación, la dosis para la inducción de un perro será de alrededor de 1-3 mg/kg y para la infusión intravenosa continua es 4-7 mg/kg, por lo que básicamente están duplicando la dosis. En el reptil, existe una amplia gama de dosis para la alfaxalona, de 5-20 o incluso 30 mg/kg, dependiendo de la especie. Así que si alguien quisiera intentar una infusión intravenosa constante con alfaxalona, probablemente se debería empezar con 5-10 mg/kg y luego se puede incrementar la dosis dependiendo de los resultados.

 

P: Alguna información sobre el butorfanol?
R: Desde hace varios años, el butorfanol no se ha utilizado para la analgesia en los reptiles ya que este afecta principalmente a los receptores kappa y los reptiles tienen más receptores mu. Es por esta razón que a lo largo de los años hemos dejado de utilizar el butorfanol y hemos empezado a usar drogas como la morfina y la hidromorfona.

En la presentación, no mencioné las drogas que ya no se usan o que no funcionan en los reptiles. Solo describí los fármacos que se recomiendan actualmente y que se están utilizando. Soy consciente que en algunas partes del mundo, como en algunos países de América Latina, hay fácil acceso al butorfanol pero no a otros opioides. En estos lugares se podría utilizar potencialmente el butorfanol como un sedante o como parte del protocolo de anestesia, pero no necesariamente va a proporcionar analgesia. En esos casos es mejor utilizar el meloxicam o el tramadol.

P: Utiliza usted el butorfanol o la metadona para la sedación o premedicación de los reptiles?
R: Ya no usamos el butorfanol en los reptiles porque a pesar de ser un analgésico que actúa en los receptores kappa, los reptiles son más receptivos a los opioides agonistas de los receptores mu. Sin duda alguna se puede utilizar el butorfanol como un anestésico o sedante, sin embargo, la eficacia del butorfanol como sedante en comparación con la hidromorfona es difícil de evaluar en los reptiles, por lo que realmente ya no se utiliza.

Con respecto a la metadona, todavía no hay buenos datos o estudios sobre su uso en los reptiles.

 

P: Conoce estudios o datos sobre el uso de desflurano?
R: No tengo información sobre el uso de desflurano. Creo que el isoflurano y el sevoflurano son utilizados frecuentemente en el campo de la medicina veterinaria y son lo suficientemente económicos. Creo que el desflurano es significativamente más caro, sin embargo, debe funcionar bien.

 

P: Cual es la dosis para la ketamina y la dexmedetomidina?
R: Siempre recomiendo referirse a la literatura. Hay bastantes formularios disponibles, como el Formulario de Animales Exóticos y una serie extensa de libros con formularios en ellos.

Las dosis de ketamina-dexmedetomidina también van a variar con la especie, el estado de salud del paciente y el procedimiento a realizar. Por lo tanto, se debe determinar la dosis en base a la información que se encuentra en los formularios y la evaluación del paciente.

Nota del Editor: Las dosis mencionadas en la presentación del Dr. Nevarez fueron 2-5 mg/kg de ketamina y 0.025-0.05 mg/kg de dexmedetomidina

P: También estoy interesado en el uso del parche transdérmico de fentanilo, pero no entiendo si la dosis es 2.5-12.5 μg/reptil/hora or μg/kg/hora?
R: En la diapositiva #12 de la presentación del Dr. Nevarez, la dosis está escrita como 2.5-12.5 μg/h cada 24-72h (Gutwillig et al 2012, Darrow et al 2010, Gamble 2008)

 

P: Hay algún beneficio en utilizar la hidromorfona por vía oral para la analgesia?

R: El problema con la administración oral es que no tenemos información farmacocinética, por lo que recomiendo antes de usar cualquier medicamento realizar una búsqueda en línea para tratar de encontrar documentos en la literatura sobre farmacocinética y extrapolar la información a los reptiles si es necesario. Esto es algo que hacemos diariamente cuando tomamos decisiones sobre el uso de algunos medicamentos. Otro punto importante sobre la administración de medicamentos por vía oral en los reptiles, es que se debe asegurar que el paciente esté lo suficientemente saludable y que el tracto gastrointestinal esté funcionando correctamente. Las serpientes son un reto muy grande ya que los adultos suelen comer una vez a la semana o cada dos semanas. Por esta razón, administrar una gran cantidad de medicamentos por vía oral no es efectivo debido a una pobre absorción. Siempre que sea posible, no utilice la administración oral. Si se debe administrar un medicamento por vía oral a un reptil, se debe asegurar que este se encuentre a una temperatura adecuada y que su metabolismo esté funcionando adecuadamente para maximizar la absorción de la droga.

 

P: Se puede administrar el meloxicam por vía oral en los reptiles?
R: La mayoría de los clientes deben administrar el meloxicam por vía oral cuando están cuidando el reptil en su hogar, sin embargo, siempre que sea posible administre este medicamento de forma inyectable en el hospital..

 

P: Qué información hay sobre la medetomidina?
R: La medetomidina es un medicamento que solíamos utilizar en el pasado. Este fármaco ya no está fácilmente disponible en los Estados Unidos y la mayoría de las clínicas han cambiado a la dexmedetomidina. Si usted tiene medetomidina disponible, este medicamento se utilizó en el pasado con éxito en los reptiles durante mucho tiempo. Por esta razón la medetomidina puede ser parte de un protocolo equilibrado de anestesia.

 

P: Combina usted el midazolam y el butorfanol?
R: En los reptiles, nosotros utilizamos bastante el midazolam pero no el butorfanol, ya que hoy en día sabemos que el butorfanol no tiene una afinidad a los receptores mu de los reptiles. Sin duda alguna se puede utilizar el butorfanol como un anestésico o sedante. La eficacia de la sedación del butorfanol en comparación con la hidromorfona es difícil de establecer, por lo que realmente ya no utilizamos el butorfanol en los reptiles. El midazolam se utiliza generalmente con la hidromorfona o la morfina.

 

P: Se puede realizar una infusión intravenosa continua de propofol?
R: Sí se puede, pero se debe tener en cuenta que el propofol puede permanecer en el sistema por mucho más tiempo que la alfaxalona.

Nota del Editor: Se ha descrito en la bibliografía una dosis de mantenimiento de 0.3-0.5 mg/kg/min IV.

 

P: Cuál es el uso de la tiletamina?
R: La tiletamina (Telazol) sin duda se puede utilizar y todavía hay algunas especies en las que los veterinarios la utilizan. Sin embargo, su uso ha disminuido significativamente, ya que las combinaciones de ketamina-dexmedetomidina-midazolam pueden proporcionar una anestesia más equilibrada. Hay dosis de tiletamina en los formularios, pero nuevamente, se debe tener en cuenta que la tiletamina por sí misma no va a proporcionar una anestesia adecuada, verdadera y equilibrada.

 

P: Administra usted el tramadol por vía oral?

R: Rutinariamente no usamos tramadol. Si usted habla con un anestesiólogo de pequeños animales, ellos tampoco lo usan porque creen que no tiene un buen efecto.
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P: Si usted tiene pacientes quirúrgicos con bastante dolor, qué drogas usa después de la cirugía? Meloxicam y una segunda dosis de hidromorfona?
R: Sí, después de la cirugía administramos meloxicam y una segunda dosis de hidromorfona (cada 12-24 horas). Es muy importante monitorear al paciente y evaluar el dolor y la incomodidad para establecer si el paciente necesita más analgésicos. También es importante evaluar el estado de sedación del reptil, ya que la hidromorfona puede sedar al reptil.

 

P: Qué recomienda para el alivio del dolor a largo plazo para los reptiles?

R: Está es un área en donde se necesita hacer más investigación, pero basándose en la investigación actual, los agonistas de los receptores opioides mu van a ser más efectivos, por lo que pueden ser una opción.

También usamos bastante el meloxicam, aunque hay preocupación acerca de su verdadera efectividad, razón por la cual usualmente uso una dosis de 0.5-1.0 mg/kg. La mayoría de los estudios están usando las dosis más bajas en el rango de 0.2 mg/kg. A veces coloco a los reptiles en una dosis de 1 mg/kg durante unos días y luego disminuyo la dosis a 0.5 mg/kg. Clínicamente, creo que parece hacer una diferencia, pero es necesario investigar la eficacia real de estas dosificaciones más altas.

En conclusión, a veces utilizamos una combinación de antiinflamatorios no esteroideos y opioides para el alivio del dolor a largo plazo.

 

P: Qué dosis utiliza usted de estos fármacos para la administración intratecal?
R: Esta información está muy bien descrita en el documento citado en la presentación. Los interesados en obtener más información pueden ir al artículo, el cual explica el procedimiento y proporciona las dosificaciones.

Nota del editor: Se utilizaron lidocaína (4 mg/kg, 2%), bupivacaína (1 mg/kg, 0.5%) y morfina (0.1-0.2 mg/kg) para proporcionar analgesia espinal en las tortugas de orejas rojas machos de más de 0.5 kg de peso corporal (Mans 2014).
 

P: Cómo administra usted analgésicos orales a las serpientes por largos períodos de tiempo?
R: La administración oral no es la ruta más eficiente debido a que el intestino no funciona cuando el reptil no está digiriendo las presas. Así que la absorción no va a ser muy eficiente. Nosotros hemos visto serpientes recibiendo antibióticos orales a largo plazo y parecen mejorar. Aunque no hay datos basados en investigación, yo recomiendo administrar junto con el analgésico oral, un bolo de fluido para estimular la motilidad intestinal.

 

P: Cuando utilizan varios fármacos, los combina todos en la misma jeringa o administra las diferentes medicamentos en intervalos?
R: Depende de los medicamentos que estén usando, el volumen y el propósito. Cuando usamos combinaciones de ketamina, dexmedetomidina, hidromorfona y midazolam en un reptil grande, como un crocodilio o una tortuga de espolones africana grande, a menudo coloco todos los medicamentos en una jeringa y los administro por vía intravenosa (IV). Si tiene un paciente más pequeño y tiene que administrar los fármacos por vía intramuscular, se pueden dar individualmente en intervalos. En esos casos, yo recomendaría administrar primero la hidromorfona y el midazolam como una pre-medicación intramuscular en un sitio. Luego se puede administrar la ketamina-dexmedetomidina en un sitio diferente.

 

ANESTESIA INHALANTE

P: Se debe ventilar mecánicamente a todos los reptiles bajo anestesia general?
R: Sí, muchos reptiles desarrollan apnea bajo anestesia general en gran parte por el flujo de oxígeno al 100%, así que se deben ventilar manualmente o se deben colocar en un ventilador mecánico, dependiendo del tamaño del paciente. La mayoría de los reptiles sólo se deben ventilar 2-4 veces por minuto, teniendo en cuenta la especie, tamaño, etc.

 

P: Qué tan largo es el período de recuperación del paciente desde que se descontinua el oxígeno?

R: Depende de su protocolo anestésico y de otras variables como la temperatura y el estado de hidratación del paciente.

Por ejemplo, los animales que reciben una combinación de alfaxalona-midazolam-hidromorfona, suelen recuperarse con bastante rapidez. Si se utiliza una combinación de ketamina-dexmedetomidina-hidromorfona-midazolam, habrá una recuperación más prolongada, aunque también dependerá de la duración del procedimiento. Normalmente con cualquiera de estas combinaciones se obtiene una sedación/anestesia por 30-45, no incluyendo la anestesia inhalante. En mi experiencia, si se descontinua el oxígeno y el gas anestésico tan pronto como empieza a cerrar la incisión al hacer una cirugía celómica, diría que dentro de 20-30 minutos usted debería empezar a ver algún movimiento del paciente y los primeros signos de recuperación. Dentro de una hora, el animal debería estar completamente recuperado. En conclusión, el reptil debe estar totalmente recuperado o significativamente recuperado en un período de 30 minutos a una hora.

 

MONITOREO

P: Cómo se puede realizar el reflejo palpebral en pacientes con membrana ocular?
R: El reflejo palpebral no se puede realizar en estas especies, como las serpientes, para monitorear la anestesia.

 

P: Qué marca de monitor de temperatura usa para el monitoreo esofágico?

R: En cuanto a la marca del monitor de temperatura, realmente no importa. Puede utilizar cualquier marca que esté disponible. Nosotros [LSU-SVM] usamos típicamente sondas de temperatura que están conectadas a nuestro equipo de monitoreo anestésico. También hay sondas de temperatura que se pueden conectar a los oxímetros de pulso, por lo que hay una amplia gama de monitores [disponibles].

Actualmente, estamos trabajando [LSU-SVM] en un estudio que compara la temperatura esofágica versus la temperatura cloacal. Encontramos que algunas de las sondas flexibles se rompen y dañan con el tiempo. Incluso algunas sondas estaban midiendo una diferencia de 2-3 grados. Por estas razones, el mantenimiento de esas sondas es bastante importante.

 

COLOCACIÓN DE CATETERES Y FLUIDOTERAPIA

P: Dónde recomendaría colocar una cánula intravenosa (IV) si es necesaria durante un procedimiento quirúrgico?
R: Visite el artículo titulado Administración de Medicamentos en Reptiles para obtener una lista de sitios en los que se pueden colocar catéteres sin tener que hacer una disección. Consejos adicionales sobre la colocación de catéteres se pueden encontrar en el artículo: Catéteres en los Reptiles.

 

P: Con un catéter intraóseo (IO), que tan lenta debe ser la infusión comparada con la infusión IV? (p. ej. con infusiones intravenosas constantes y fluidoterapia intravenosa)

R: La velocidad de la infusión varía bastante con el tamaño del animal, el tamaño de sus huesos y la ubicación de la aguja. Si usted coloca un catéter intraóseo con una aguja larga que se encuentra cerca de la mitad del hueso donde hay más tejido graso dentro de la cavidad medular, la absorción va a ser más lenta.

Normalmente utilizo una tasa de mantenimiento de 10-30 ml/kg/día. Típicamente, comienzo con 10 ml/kg/día. Cuando coloco un catéter IO, comienzo con la mitad, monitoreo al paciente, me aseguro que no haya ninguna fuga y luego incremento lentamente la velocidad de infusión. A menudo lo que sucederá si la tasa de infusión es demasiado alta, incluso si el catéter está colocado correctamente, es que habrá fugas en el punto de inserción del catéter o en los forámenes nutricios del hueso. Esto causa edema alrededor del hueso y por lo tanto se debe disminuir la velocidad de la infusión.

 

P: Que cuidados o mantenimiento se deben realizar con los catéteres intraóseos? Utiliza usted estos catéteres solamente durante la cirugía o también en pacientes de cuidados intensivos?
R: Un vendaje sencillo con gaza o algodón y un material elástico es suficiente. Un catéter intraóseo también puede ser utilizado en pacientes de cuidados intensivos.

 

P: Cuál es la tasa de infusión por hora para los reptiles?
R: Normalmente no cálculo la terapia de fluidos por hora; siempre reemplazo las necesidades de mantenimiento durante 24 horas. Se puede calcular utilizando 10-30 ml/kg/día (o 0.42-1.25 ml/kg/hr) dependiendo de la especie y el estado de hidratación. Luego añada los déficits según sea necesario. Si el paciente está severamente deshidratado, en choque, etc., se debe ajustar la tasa para dar un bolo de 5 ml/kg. La evaluación clínica sigue siendo necesaria para determinar la mejor terapia para cada paciente.

 

P: Tiene pautas/cantidades preferidas de reemplazo de fluidos para los quelonios?
R: Los requisitos de mantenimiento para los reptiles se estiman de 10-30 ml/kg/día, sin embargo, los quelonios se pueden sobrehidratar un poco más rápido y más fácilmente que otros reptiles. Por esta razón, utilizo tasas más bajas de 10-20 ml/kg/día para los quelonios. Normalmente no uso 30 ml/kg/día.

A veces cuando se administran fluidos intracoelómicos (IC), los quelonios no absorben estos fluidos y los pueden retener por más tiempo. Algunos veterinarios deciden hacer una dilución usando una solución 1:1 lactato de Ringer (o Normosol® o PlasmaLyte®) con solución salina para intentar reducir la osmolalidad del fluido, haciéndolo más hipotónico. De esta forma los fluidos pueden ser absorbidos en el cuerpo un poco más rápido.

La osmolalidad juega un papel importante. Hay una serie de estudios que examinan la osmolalidad, especialmente en los quelonios en los que la osmolalidad plasmática varía significativamente entre las especies, el estado de salud, etc. Actualmente, no tenemos buenas fórmulas para calcular la osmolalidad de cada especie de quelonios. Si tuviésemos esa información, podríamos escoger el mejor tipo de fluido en base a la osmolalidad y la ruta.
Se debe utilizar fluidos isotónicos, si se van a administrar fluidos por vía intravenosa, intraósea o subcutánea. Pero si se van a administrar por vía intracoelómica, se deben utilizar fluidos hipotónicos para asegurarse que los fluidos sean absorbidos en el sistema vascular y no se queden en la cavidad celómica.

 

VENOPUNCIÓN

P: Cuánta sangre se puede obtener en relación con el tamaño del cuerpo?
R:

  • Se estima que el volumen de sangre es aproximadamente el 10% del peso corporal en gramos. Por supuesto que la cantidad real varía en base a la especie (y también hay variación individual).
  • En un animal saludable, se puede recolectar aproximadamente el 10% del volumen sanguíneo o el 1% del peso corporal (BW). A veces es mejor utilizar el 0.8% del peso corporal ya que deja una “zona de amortiguación” para el paciente con sangrado inadvertido o que forma moretones después de la venopunción. Por ejemplo, en un gecko de 80 gramos, se podría recolectar un máximo de 0.8 ml, sin embargo, 0.64 ml sería un volumen más prudente.
  • En un paciente debilitado y/o anémico, se recomienda recolectar un máximo de 0.05% del peso corporal.

 

P: Alguien tiene fotos de la venopunción braquial?
R: Lamentablemente LafeberVet no tiene fotos disponibles en este momento. Podemos referirle a un excelente artículo del Dr. Christoph Mans, que incluye fotos de la venopunción braquial: Técnicas de Venopunción en los Quelonios.

 

INYECCIONES

P: Cuál es el sitio de inyección intramuscular preferido en los quelonios?
R: Los miembros anteriores son el sitio preferido para las inyecciones intramusculares en las tortugas. Visite el artículo titulado: Administración de Medicamentos en Reptiles para ver un breve video que ilustra las técnicas de inyección recomendadas.

 

MISCELANEO

P: Cuál es su dirección de correo electrónico Dr. Nevarez?
R: jnevare@lsu.edu

 

P: Me encantaría el resto de sus dosis de drogas! (Protocolos anestésicos)

R: Puse algunas dosis en mi presentación, pero todas las dosis que utilizamos vienen directamente de los formularios o libros de texto. Las dosis también varían con la especie y el procedimiento, por lo que es muy difícil dar una dosis para un medicamento que se ajuste en todos los ámbitos. Nosotros usamos bastante el Formulario de Animales Exóticos, así como los libros Terapia Actual en Medicina y Cirugía de Reptiles y Medicina y Cirugía de Reptiles. La mayoría de los libros de reptiles tienen un formulario hacia el final.

REFERENCIAS MENCIONADAS EN LAS PREGUNTAS Y RESPUESTAS

Darrow BG, Myers GE, Kukanich B. Fentanyl transdermal therapeutic system pharmacokinetic in ball pythons (Python regius). Proc Am Assoc Zoo Vet 2010:238-239.

Gamble KC. Plasma fentanyl concentrations achieved after transdermal fentanyl patch application in prehensile-tailed skinks, Corucia zebra. J Herpetol Med Surg 18(3/4):81-85, 2008.

Gutwillig A, Abbott A, Johnson SM, et al. Opioid-dependent analgesia in ball pythons (Python regius) and corn snakes (Elaphe guttata). Proc Assoc Reptile Amphibian Vets 2012; 66.

Mans, C. Clinical technique: intrathecal drug administration in turtles and tortoises. J Exotic Pet Med 23 (1):67-70, 2014.

 

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