Datos sobre la Quitridiomicosis

El hongo quítrido Batrachochytrium dendrobatidis (Bd) que no tiene hifas y produce zoosporas, es un patógeno que ha surgido recientemente y que causa la enfermedad infecciosa conocida como la quitridiomicosis (Stadler 2013, Stockwell et al 2012, Densmore y Green 2007). Este patógeno ha causado la disminución generalizada y dramática de la población de anfibios silvestres y en cautiverio en todo el mundo (Murphy et al 2015, Stadler 2013, Stockwell et al 2012, Densmore y Green 2007). A menudo el hongo quítrido es una condición primaria. Sin embargo, este también puede actuar como un organismo oportunista que causa infección fúngica secundaria en individuos inmunocomprometidos.

Quitridiomicosis
Incubación 14-70 días
Transmisión Contacto con agua contaminada, sustratos húmedos/mojados y con animales infectados.
Cualquier herida o abrasión de la piel pueden hacer que la infección se establezca fácilmente.
Los cangrejos pueden actuar como portadores.
Signos clínicos Piel enrojecida o descolorida, muda excesiva de la piel o disecdisis, comportamiento anormal como la ausencia de miedo cuando se acerca y captura al animal, déficits neurológicos ocasionales como una postura anormal o pérdida del reflejo de enderezamiento y finalmente la muerte súbita. Las lesiones cutáneas son más comunes en los dígitos, el aspecto ventral, la región inguinal y la región pélvica.
Diagnóstico Un diagnóstico presuntivo puede hacerse por medio de citología y el diagnóstico se puede confirmar mediante histología, inmunohistoquímica o la identificación molecular (PCR) (Baitchman y Pessier 2013, Densmore y Green 2007). Las pruebas morfológicas (citología y la histopatología) son las más apropiadas para las infecciones clínicamente significativas que están asociadas con un alto número de organismos (Baitchman y Pessier 2013, Standler 2013). Se necesita una prueba de PCR para el diagnóstico de infecciones de baja intensidad o subclínicas (Baitchman y Pessier 2013, Stadler 2013).

  • Las muestras citológicas adecuadas son los raspados de piel de los pies y la superficie ventral del cuerpo o los fragmentos de piel mudados, que se examinan en un montaje húmedo o seco en un portaobjetos y son teñidos rutinariamente (Baitchman y Pessier 2013). Los fragmentos de piel mudada se pueden recoger del animal o en el medio ambiente (Baitchman y Pessier 2013).
  • Las muestras para histopatología, generalmente obtenidas durante la necropsia, deben incluir por lo menos tres secciones de la piel del cuerpo ventral como los parches pélvicos, las piernas y los pies) (Baitchman y Pessier 2013).
  • La identificación molecular (PCR) se lleva a cabo con hisopos frotados sobre la piel o fragmentos de piel (Stadler 2013). Use hisopos de punta fina, no de mango de madera; suavemente frote la piel de 20 a 30 veces (Stadler 2013).
  • Es preferible enviar las muestras para las pruebas de PCR a laboratorios confiables, preferiblemente los que están en la universidades, como el University of Florida Zoo Medicine Infectious Disease Lab. Los laboratorios baratos anunciados en el internet a menudo pueden reportar resultados positivos o negativos falsos.
  • Otros laboratorios que realizan las pruebas de PCR incluyen: Amphibian Disease Lab, Pisces Molecular, Research Associates Laboratory y Zoologix Laboratories.
Terapia ITRACONAZOLE

El baño de itraconazol se considera actualmente el tratamiento de elección para B. dendrobatidis. El itraconazol al 0.005% (50 mg/L) se diluye con 0.6% de solución salina o solución de Ringer para anfibios y se utiliza como un baño por 5 minutos una vez al día por 6-10 días (Stadler 2013, Jones et al 2012). Alternativamente, se pueden utilizar concentraciones menores de itraconazol al 0.0025% (25 mg/L) para baños durante 5 minutos por 6 días y se ha demostrado que también han tenido éxito en la eliminación de B. dendrobatidis (Brannelly 2014, Stadler 2013, Brannelly 2012). Los niveles bajos de los medicamentos causaron menos efectos secundarios y menos mortalidad asociada al tratamiento.
TEMPERATURA

El crecimiento óptimo de B. dendrobatidis se produce entre los 17-25 °C (62.6-77 °F) (Baitchman y Pessier 2013). Un tratamiento adyuvante útil es aumentar la temperatura ambiental a los 37 °C (98.6 °F) durante 16 horas en las especies termotolerantes (Stadler 2013, Pessier 2012, Retallick y Miera 2007, Woodhams et al 2003).
CLORURO DE SODIO

Estudios recientes demuestran que el cloruro de sodio (NaCl) tiene propiedades fungicidas que reducen las tasas de mortalidad de los huéspedes infectados en cautiverio (Stockwell et al 2015, Stockwell et al 2012). Se ha demostrado que las ranas expuestas a 3-4 ppt de NaCl tienen tasas de supervivencia significativamente más altas (Stockwell et al 2012).
CLORANFENICOL

Los baños con cloranfenicol también se han reportado como tratamiento para la quitridiomicosis (Baitchman y Pessier 2013, Young et al 2012). Tres ranas arborícolas verdes de Australia (Litoria caerulea) con enfermedades terminales e infecciones severas por B. Dendrobatidis, se curaron usando una combinación de inmersión poco profunda continua en una solución de cloranfenicol de 20 mg/L durante 14 días, fluidoterapia isotónica con electrolitos administrada por vía parenteral durante 6 días y el aumento de la temperatura ambiental a los 28 °C (82 °F) durante 14 días (Young et al 2012). La solución de cloranfenicol se obtiene mediante la adición de 200 mg de polvo de cloranfenicol (Chloramphenicol C0378; Sigma-Aldrich) a 1 litro de agua caliente. Una parte de la solución se diluye en 9 partes de agua para hacer una solución de tratamiento al 0.002%. Para hacer 100 ml de solución de cloranfenicol al 0.002%, se deben añadir 10 ml de la solución original (200 mg/L) a 90 ml de agua (Baitchman y Pessier 2013). La solución para el tratamiento se debe cambiar todos los días.
PCR POST-TRATAMIENTO

Ningún tratamiento debe considerarse efectivo sin tener confirmación a través de una prueba de PCR post-tratamiento. El nivel más alto de confianza se logra a través de tres pruebas de PCR llevadas a cabo durante un período de 14 días después del tratamiento (Baitchman y Pessier 2013, Pessier 2012).

Prevención Aísle a los anfibios afectados
Control Batrachochytrium es fácilmente eliminado en el equipo y en el ambiente con una amplia gama de desinfectantes incluyendo el blanqueador o lejía, Virkon y los compuestos de amonio cuaternario. El hongo quítrido también es destruido por el calor y la desecación, sin embargo, los organismos pueden sobrevivir y permanecer infecciosos durante largos períodos en un ambiente húmedo (Baitchman y Pessier 2013).

Los renacuajos y las larvas de salamandras son asintomáticos a la infección por el hongo quítrido, pero son una fuente de propagación de la enfermedad. Los renacuajos no deben ser liberados en la naturaleza de un área a la otra.

Referencias y lecturas adicionales

Referencias

Baitchman EJ, Pessier AP. Pathogenesis, Diagnosis, and Treatment of Amphibian Chytridiomycosis. Vet Clin North Am Exot Anim Pract 16(3):669-685, 2013.

Brannelly LA. Reduced itraconazole concentration and durations are successful in treating Batrachochytrium dendrobatidis infection in amphibians. J Vis Exp 85:2014.

Brannelly LA, Richards-Zawacki CL, Pessier AP. Clinical trials with itraconazole as a treatment for chytrid fungal infections in amphibians. Dis Aquat Organ 101(2):95-104, 2012.

Densmore CL, Green DE. Diseases of amphibians. ILAR Journal 48(3):235-254, 2007.

Jones ME, Paddock D, Bender L, et al. Treatment of chytridiomycosis with reduced-dose itraconazole. Dis Aquatic Organ 99(3):243-249, 2012.

Murphy BG, Hillman C, Groff JM. Chytridiomycosis in dwarf African frogs Hymenochirus curtipes. Dis Aquat Organ 114(1):69-75, 2015.

Pessier AP. Diagnosis and control of amphibian chytridiomycosis. In: Miller RE, Fowler ME, editors. Zoo and wild animal medicine: current therapy, vol. 7. St Louis (MO): Elsevier Saunders; 2012. p. 217–223.

Retallick RW, Miera V. Strain differences in the amphibian chytrid Batrachochytrium dendrobatidis and non-permanent, sub-lethal effects of infection. Dis Aquat Organ 2007;75(3):201–207.

Stadler C. Chytridiomycosis disease. Manual del American Association of Zoo Veterinarians Infectious Disease Committee. Mayo 30, 2013. Disponible en http://c.ymcdn.com/sites/www.aazv.org/resource/resmgr/IDM/IDM_Chytridiomycosis_Disease.pdf Consultado en Julio 5, 2015.

Stockwell MP, Storrie LJ, Pollard CJ, et al. Effects of pond salinization on survival rate of amphibian hosts infected with the chytrid fungus. Conserv Biol 29(2):391-399, 2015.

Stockwell MP, Clulow J, Mahony MJ. Sodium chloride inhibits the growth and infective capacity of the amphibian chytrid fungus and increases host survival rates. PLoS One 7(5):e36942, 2012.

Woodhams DC, Alford RA, Marantelli G. Emerging disease of amphibians cured by elevated body temperature. Dis Aquat Organ 2003;55(1):65–67.

Young S, Speare R, Berger L, Skerratt LF. Chloramphenicol with fluid and electrolyte therapy cures terminally ill green tree frogs (Litoria caerulea) with chytridiomycosis. J Zoo Wildl Med 43(2):330-337, 2012.

Lecturas adicionales

Ellison AR, Tunstall T, DiRenzo GV, et al. More than skin deep: functional genomic basis for resistance to amphibian chytridiomycosis. Genome Biol Evol 7(1):286-298, 2014.

Holden WM, Fites JS, Reinert LK, Rollins-Smith LA. Nikkomycin Z is an effective inhibitor of the chytrid fungus linked to global amphibian declines. Fungal Biol 118(1):48-60, 2014.

Jani AJ, Briggs CJ. The pathogen Batrachochytrium dendrobatidis disturbs the frog skin microbiome during a natural epidemic and experimental infection. Proc Natl Acad Sci USA 111(47):E5049-E5058, 2014.