Techniques de Soins Intensifs d’urgence des oiseaux sauvages

Avian Critical Care

Plan de la conférence

Cormorant receiving transfusion
  • Trier les urgences des oiseaux sauvages
  • Administration parentérale de fluidothérapie et de médicaments
    • Intraveineuse
    • Intraosseuse
    • Intramusculaire
    • Sous-cutanée
  • Soins intensifs
    • Cristalloïdes
    • Colloïdes
    • Transfusions de sang et de plasma
  • Analgésie
  • Euthanasie et évaluation de la viabilité

Résumé

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Triage

Le triage est le processus de priorisation des patients en fonction de leur motif de présentation et des ressources disponibles pour prendre en charge le problème. De ce fait, le triage des oiseaux sauvages va nécessairement varier dans une certaine mesure selon la philosophie individuelle, le volume de cas, les lois locales, étatiques et fédérales, et le motif de présentation (ex: mazoutage affectant des centaines d’animaux versus volume quotidien normal de patients blessés ou malades). Dans tous les cas, l’objectif primaire pendant le processus de triage est d’évaluer le potentiel de relâcher du patient dans la nature avec 100% de ses fonctions. Lors du triage des oiseaux dans une clinique privée, certaines considérations doivent être prises en compte afin d’aider à mettre en place une politique de triage. Les lignes directrices concernant ce que la clinique accepte de recevoir doivent être communiquées clairement auprès du personnel et du public avant de commencer à accepter les animaux sauvages ; incluant par exemple de définir quand un jeune animal doit être replacé dans la nature, comme c’est souvent le cas lorsque des petits sortant du nid sont ramassés. Il est aussi important d’être conscient des raisons pour lesquelles un oiseau ne pourrait pas être relâchable ni avoir une bonne qualité de vie en captivité. L’objectif de la médecine de la faune sauvage est toujours un potentiel relâcher et l’euthanasie doit être gardée en tête pendant le triage si les probabilités de relâcher sont incertaines. L’allocation réaliste des ressources est particulièrement importante dans les cliniques privées qui prennent en charge les animaux sauvages.

Cathéters

Placer un cathéter intravineux (IV) ou intraosseux (IO) est un acte simple et rapide que tout clinicien devrait pouvoir effectuer quelle que soit l’espèce d’oiseau. La plupart des patients présentés en urgence ont besoin d’un accès veineux. Chez les oiseaux sauvages, si on peut espérer une récupération complète des performances de vol ou de chasse, les cathéters intraveineux doivent être préférés aux intraosseux car ces derniers peuvent causer des lésions et des infections articulaires. S’il n’est pas possible de placer une voie intraveineuse, un cathéter intraosseux peut être une nécessité vitale. Ils sont très stables, efficaces et faciles et rapides à placer. Il est recommandé de ne pas laisser les cathéters périphériques en place plus de 3 jours, qu’ils soient intraosseux ou intraveineux.

In birds, IO catheters are generally placed in the distal ulna from the lateral aspect. They may also be placed in the proximal tibiotarsus on either the lateral or medial aspect (try to avoid the patellar ligament). Remember that drugs given IO in the caudal half of the body may go through the renal portal system in birds; thus, this may have some bearing on the choice of catheter placement.
Chez les oiseaux, les cathéters intraosseux sont généralement placés dans l’ulna distal par abord latéral. Ils peuvent aussi être placés dans le tibiotarse proximal par abord latéral ou médial (en essayant d’éviter le ligament patellaire). Souvenez-vous que les molécules données en IO dans la moitié caudale du corps peuvent passer dans le système porte rénal chez les oiseaux ; cela peut donc avoir une influence sur le choix de placement du cathéter.

Administration de perfusion sous-cutanée & d’injections intramusculaires

L’administration de perfusion sous-cutanée ou de molécules par voie sous-cutanée est souvent un bon choix chez les oiseaux. Chez les oiseaux en particulier, bien s’assurer que l’aiguille est dans l’espace sous-cutané, et non en intramusculaire (IM) ou dans un sac aérien, les poumons ou l’espace cœlomique. En plus de visualiser l’aiguille sous la peau avant de commencer l’injection, vous devez aussi observer la formation immédiate d’une bulle. Si une résistance est rencontrée, il est possible que vous soyez au contact d’un os, et il est alors mieux de reculer légèrement votre aiguille. Surveillez la respiration de votre patient pendant la procédure.

Le volume de perfusion de cristalloïdes en entretien dépend de l’espèce et est relié au métabolisme. Pour les oiseaux, il se situe entre 50 et 150 mL/kg/jour selon la taille, l’espèce, l’âge et l’écologie de l’oiseau (ex: oiseaux xérophiles vs. aquatiques).
Encore une fois, n’oubliez pas que les molécules administrées par voie IM dans la moitié caudale du corps peuvent passer par le système porte rénal. Donc, chez la plupart des espèces d’oiseaux, le muscle pectoral est un bon choix pour les injections IM.

Soins intensifs

La réanimation liquidienne et l’analgésie constituent un aspect critique de la prise en charge initiale des patients traumatisés. Si le patient est déshydraté ou hypotherme, il est important de prendre un jour ou deux pour le réhydrater et le réchauffer avant de lui donner toute forme de nourriture ou de médicaments, sinon le métabolisme de ces substances pourrait être altéré et aggraver l’état du patient. Les cristalloïdes, comme le Plasmalyte, le Normosol-R, le Ringer Lactate ou un mélange de Ringer Lactate complémenté en glucose à 2.5%, sont des choix empiriques acceptable avant l’obtention d’un bilan sanguin. Les colloïdes peuvent aussi être indiqués, particulièrement dans les cas de choc hypovolémique, fréquents en contexte de trauma. Le sérum physiologique hypertonique peut aussi être utilisé pour corriger l’hypovolémie, et est de plus en plus utilisé en médecine humaine et canine en cas de traumatisme crânien pour son potentiel hyperosmotique. L’auteure utilise une dose de bolus de 4 mL/kg IV de NaCl à 7.2% sur 10 minutes chez les oiseaux. L’augmentation du volume intravasculaire après l’administration de cristalloïde hypertonique peut être transitoire et durer environ 15-30 minutes, mais ces effets peuvent être prolongés par l’administration de colloïdes en parallèle. La recherche suggère cependant qu’avec ou sans colloïdes, la réduction de pression intracrânienne (PIC) induite par le cristalloïde hypertonique persiste beaucoup plus longtemps que les effets vasculaires et significativement plus longtemps que le mannitol. Le NaCl hypertonique devrait être évité chez les patients avec des altérations notables du sodium ou une déshydratation avancée.

De plus en plus de données cliniques et de recherche suggèrent que le sérum physiologique hypertonique réduit la PIC plus significativement et plus longtemps que le mannitol avec moins d’effets indésirables. L’utilisation de corticostéroïdes est généralement contre-indiquée chez les oiseaux, et particulièrement en cas de traumatisme crânien. En médecine humaine, il a été montré que l’utilisation de glucocorticoïdes chez les patients atteints de traumatisme crânien augmente la mortalité. Les corticostéroïdes induisent aussi une hyperglycémie, qui a été associée à une augmentation de production de radicaux libres, un relargage d’acides aminés excitateurs, un œdème cérébral, et une altération de la vascularisation cérébrale, qui peuvent créer des lésions neurologiques supplémentaires.

Transfusions de sang et de plasma

Les traumas ou maladies à l’origine d’hémorragies sont un motif d’urgence fréquent chez les oiseaux sauvages de tous âges. Le volume sanguin total des oiseaux est estimé approximativement à 10% du poids corporel (PC) (c’est-à-dire qu’un oiseau de 1000 grammes aurait un volume sanguin de 100 mL). De manière intéressante, les oiseaux sont moins sensibles aux chocs par perte sanguine que les mammifères. Un oiseau par ailleurs en bonne santé peut perdre plus de 30% de son volume sanguin sans répercussion apparente. Dans une étude, le prélèvement de 60% du volume sanguin de pigeons sains ne causait aucun effet clinique significatif et l’hématocrite revenait à la normale en 7 jours sans traitement. Cela est dû à la capacité des oiseaux de rapidement mobiliser un grand nombre de globules rouges de la moelle osseuse, et aussi probablement à leur capacité à rapidement remplacer la perte de liquide vasculaire depuis l’espace extravasculaire.

La décision de transfuser un oiseau ayant subi une perte sanguine aiguë doit être prise avec précautions. Les pigeons souffrant d’hémorragie aiguë ont une meilleure réponse à l’administration de fluidothérapie IV qu’à des transfusions de sang hétérologue ou homologue. La même étude a montré qu’une injection unique de fer dextran IM (10 mg/kg) à ces pigeons était associée à une augmentation significative de l’hématocrite dans les 48 heures. Dans une autre étude concernant des poules, les oiseaux étaient divisés en 4 groupes : contrôles non traités, oiseaux traités avec de l’hétastarche, avec un transporteur d’oxygène à base d’hémoglobine, ou par auto-transfusion. Aucune différence significative n’a été observée en matière de mortalité, fréquence respiratoire, fréquence cardiaque, hématocrite ou taux d’hémoglobine entre les 4 groupes à la fin de la réanimation. Cependant, dans une étude similaire concernant des canards mulards, alors qu’aucune différence significative n’était observée pour le taux de mortalité entre les 3 groupes de réanimation liquidienne avec des cristalloïdes, de l’hétastarche ou une solution de transporteur d’oxygène à base d’hémoglobine (HBOC), une tendance à la réduction du taux de mortalité était observée avec le HBOC.
.5 days (depending on whether the donor is within the same genus) whereas a homologous transfusion may have a half-life of 6-11 days.

Si l’hématocrite suite à une hémorragie aiguë est inférieur à 20%, ou inférieur à 15% dans les cas plus chroniques (l’hématocrite normal de la plupart des oiseaux adultes est entre 35 et 55% ; gardez en tête que l’hématocrite et le taux de globule rouge normaux ont tendance à être plus bas chez les jeunes et les femelles), et que le patient montre des signes cliniques d’anémie, une transfusion de sang totale peut être bénéfique. De plus, si le patient est hypoprotéinémique et a une anémie inférieure à 20%, une transfusion de sang totale sera bénéfique pour les protéines plasmatiques en plus des globules rouges. Les transfusions de sang total et de plasma doivent idéalement provenir d’un animal de la même espèce. Cependant, si un donneur homologue n’est pas disponible, une transfusion hétérologue unique d’un donneur du même genre (par exemple, Buteo pour Buteo) peut être bénéfique. La demi-vie des transfusions de sang hétérologue varie entre 12 heures et 4.5 jours (selon si le donneur est du même genre ou non), alors qu’une transfusion homologue a une demi-vie de 6-11 jours.

Il n’y a pas d’information sur le groupage sanguin des oiseaux sauvages. Chez les poules, on a identifié au moins 28 groupes antigéniques différents. Un cross-match (majeur et mineur) peut être réalisé en mélangeant les globules rouges et le sérum du donneur et du receveur sur une lame. L’absence d’agglutination macroscopique ou d’hémolyse suggère la compatibilité. L’anticoagulant recommandé est le citrate de sodium, mais le citrate de dextrose (ACD), le phosphate citrate de dextrose (CPD) ou l’héparine peuvent aussi être utilisés. Le ratio recommandé est de 0.1 mL de citrate pour 0.9 mL de sang, ou 2 UI d’héparine par mL de sang. La quantité de sang transfusé est de 10-20% du volume sanguin du patient (1-2 % du poids corporel) et peut être donné par voie IV ou IO. On attend une augmentation de l’hématocrite de 2-5% avec cette quantité. Le sang du donneur doit être utilisé immédiatement ; il n’y a pas d’étude concernant l’effet du stockage du sang total chez les rapaces. Le stockage à long terme du sang aviaire n’est pas recommandé car les milieux de stockage pour mammifères ne semblent pas adaptés pour soutenir le métabolisme des érythrocytes aviaires. Un filtre sanguin 18 m devrait être utilisé. Le patient doit être réévalué toutes les 15 minutes pendant la première heure de transfusion pour détecter des signes de réaction transfusionnelle, comme un halètement en cas d’augmentation de la température corporelle. Les réactions anaphylactiques suite à une transfusion unique sont rares, mais le patient peut être prémédiqué avec de la diphénydramine. Les réactions transfusionnelles ont été rapportées chez les oiseaux après des transfusions hétérologues multiples. Les soins de support pour les patients anémiés doivent inclure des vitamines B et du fer.

Analgésie

Les oiseaux sont probablement insuffisamment traités pour la douleur. En général, si une procédure ou une blessure serait considérée douloureuse chez une autre espèce, il est probablement raisonnable de supposer qu’elle serait également douloureuse chez un oiseau. Utiliser une analgésie équilibrée et multimodale est un impératif éthique et médical. Avec l’épidémie d’addiction aux opioïde aux Etats Unis, il devient difficile de se procurer les analgésiques adéquats, forçant les praticiens aviaires à rechercher des alternatives viables. L’administration pour le contrôle des drogues a significativement réduit les quotas de fabrication des médicaments opiacés et opioïdes de catégorie II pour 2018, et cela continue en 2019. De ce fait, il est nécessaire d’avoir de la flexibilité et des connaissances concernant les options en matière d’analgésie aviaire.

Euthanasie et évaluation de la viabilité

Une connaissance exhaustive des lois fédérales, étatiques et locales pertinentes est importante lorsque vous soignez des oiseaux sauvages et considérez leur euthanasie. Pour la plupart, les lois de gestion de la faune sauvage sont déléguées aux états. Cependant, certaines régulations fédérales s’appliquent pour des espèces et des situations spécifiques. Les vétérinaires n’ont généralement pas besoin de permis spécial pour posséder, stabiliser et euthanasier des oiseaux malades ou blessés protégés par le Traité des Oiseaux Migrateurs. Cependant, pour certaines espèces, une autorisation fédérale ou étatique est nécessaire avant l’euthanasie. Les lois fédérales sur la réhabilitation des oiseaux migrateurs (50 CFR 21.31) stipulent que tout oiseau qui “ne peut se nourrir seul, se tenir droit, ou marcher sans s’infliger plus de blessures et dont des soins médicaux et/ou la réhabilitation ne permettraient pas de résoudre ses problèmes” doit être euthanasié. De plus, “… tout oiseau qui est totalement aveugle et tout oiseau qui a subi des blessures qui nécessiteraient l’amputation d’une patte, d’un pied, ou d’une aile au niveau du coude ou au-dessus (articulation huméro-ulnaire)…” doit être euthanasié à moins qu’un vétérinaire autorisé soumette une recommandation écrite justifiant que l’oiseau devrait être gardé en vie. Des lois supplémentaires concernant l’admission, l’euthanasie et la documentation s’appliquent aux oiseaux migrateurs, et le lecteur peut se référer aux textes 50 CFR 21.12 et 50 CFR 21.31 pour plus de détails. D’autres actes fédéraux peuvent aussi s’appliquer dans certains cas, comme l’acte sur les espèces protégées (ESA), l’acte de protection des mammifères marins (MMPA), l’acte de protection du pygargue à tête blanche, et l’acte Lacey. Contactez les autorités de faune sauvage de votre région si vous n’êtes pas certains des lois s’appliquant.

La solution euthanasique ou du chlorure de potassium (KCl) peuvent être administrés par voie IV, IO, intrapéritonéale (IP), intracardiaque (IC) ou dans le sinus supra-occipital. Pour les 4 dernières voies, ou si du KCl est utilisé, une anesthésie générale ou une forte sédation sont recommandées. La dose est généralement de 1 mL pour 5 kg de poids corporel. Un stéthoscope ou un Doppler peuvent être utilisés pour s’assurer que les battements cardiaques ont cessé.

 

A propos de la conférencière

Dr. Heather Barron est la directrice de la Clinique de Réhabilitation de la Faune Sauvage à Sanibel Island en Floride. Dr. Barron était précédemment présidente des Sciences Cliniques Vétérinaires et professeure en Médecine des Petits Animaux et Animaux Exotiques de l’Ecole de Médecine Vétérinaire de St. Matthew’s University dans les îles Caiman. Dr. Barron est une Editrice Associée du Journal of Avian Medicine and Surgery et l’auteure de nombreuses publications. Dr. Barron possède un diplôme de spécialiste en médecine aviaire et a été la présidente 2010-2011 de l’Association of Avian Veterinarians. [PLUS]

 

Enregistrement du webinaire en anglais

Dr. Barron a également généreusement partagé cette vidéo illustrant le placement d’un cathéter intraveineux chez un patient aviaire de la Clinique de Réhabilitation de la Faune Sauvage.

 

Test post-webinar

With a passing grade of 70% or higher, you will receive a continuing education certificate for 1 hour of continuing education credit in jurisdictions that recognize AAVSB R.A.C.E. approval.
Avec une note de 70% ou plus, vous recevrez un certificat de formation continue pour 1 heure de crédit de formation continue dans les juridictions qui reconnaissent la validation AAVSB R.A.C.E.

Testez vos connaissances

 

Formulaire d’évaluation

Qu’en avez-vous pensé ? Complétez s’il vous plait le formulaire d’évaluation pour nous donner votre retour ou faire des suggestions concernant de futurs sujets de webinaire.

 

Session de questions-réponses de l’expert

Protocole de traitement/prévention des ulcères gastro-intestinaux

Pendant la session de questions-réponses en direct, Dr Barron s’est engagée à partager le protocole pour les ulcères gastro-intestinaux utilisé à la Clinique de Réhabilitation de la Faune Sauvage (C.R.O.W.).

Dose

Protocole pour les ulcères gastro-intestinaux
MédicamentDosageCommentaires

[La Clinique de Réhabilitation de la Faune Sauvage a] utilisé avec succès ce protocole chez des milliers d’oiseaux. La seule réserve est qu’il n’est pas possible de nourrir les oiseaux avec des proies entières car ce protocole rend le pH digestif tellement basique qu’ils ne sont plus capables de digérer des proies entières. Ils digèrent correctement les aliments liquides (comme les aliments de soins intensifs Lafeber) ou les aliments “mous”. Sinon, arrêtez ce protocole 24 heures avant de nourrir avec des proies entières.
Sucralfate25 mg/kg PO q 8hUniquement pour action thérapeutique ; non utile en prévention
Oméprazole20 mg/kg PO q 24h
Famotidine0.5-1.0 mg/kg q12-24h

 

Utilisation de l’Epogen chez les reptiles

Pendant la session de questions-réponses, un participant a posé une question concernant l’utilisation de l’Epogen (epoétine alfa) chez les oiseaux. Bien que Dr. Barron ne trouve pas nécessaire d’utiliser d’Epogen chez les oiseaux, elle a promis de partager quelques informations concernant l’utilisation de l’Epogen chez les reptiles.

Dr. Barron a écrit :   L’utilisation de l’Epogen chez les reptiles est encore très controversée. Il y a très peu d’informations concernant son utilisation. Souvenez-vous que l’administration de l’Epogen peut causer une anémie non-régénérative du fait de production d’anticorps, et que cela a été démontré chez de nombreuses espèces. Voici … ce que l’on sait jusqu’ici. Dans un [cas clinique] chez des tortues terrestres, des doses d’ESA (erythropoiesis stimulating agent, ou agent stimulant l’érythropoïèse) (EPOGEN) de 100 U/kg SC ne semblaient PAS avoir d’effet. Mais Mader mentionne avoir vu un effet chez les tortues marines à 100 U/kg SC dans cet article de proceeding :

Mader D. Utilisation clinique de l’Epogen (epoétine alfa) chez les tortues vertes (Chelonia mydas) et les tortues caouannes [Clinical use of Epogen (epoetin alfa) in green sea turtles (Chelonia mydas) and loggerhead sea turtles]. Proc Annu Conf ExoticsCon 2015.

L’Epogen (époétine alfa) est un analogue synthétique humain de l’érythropoïétine utilisé pour augmenter le nombre de globules rouges chez les humains et chats anémiés souffrant d’insuffisance rénale chronique. Son utilisation clinique n’a pas été étudiée chez les reptiles. De 2011 à 2015, 5 individus (3 tortues vertes et 2 tortues caouannes) ont rempli les critères d’inclusion de l’étude ; en outre, 5 cas contrôles appariés (3 tortues vertes et 2 tortues caouannes) ont été identifiés pendant la même période, et n’ont été traitées qu’avec du fer dextran. Les animaux traités avec l’Epogen ont reçu un traitement pour l’anémie sur une durée moyenne de 31 jours (écart type +/- 17 jours), par rapport aux animaux ayant reçu uniquement du fer dextran dont la durée du traitement a été en moyenne de 60 jours (écart type +/- 16 jours). L’Epogen est un traitement sûr et efficace à court terme pour accélérer la production de globules rouges chez les tortues marines anémiées.

Et, comme je suis aussi vétérinaire pour les animaux aquatiques, je lis beaucoup de littérature concernant les poissons, et j’ai ainsi trouvé cet article il y a quelques années :

Buemi M, Lacquantiti A, Bolignano D, et al. L’érythropoïétine et la médecine régénératrice : une leçon des poissons [The erythropoietin and regenerative medicine: a lesson from fish]. Eur J Clin Invest 39(11):993-999, 2009.

CONTEXTE :  L’érythropoïétine (EPO), le principal facteur de croissance hématopoïétique pour la prolifération et la différenciation des cellules progénitrices érythroïdes, est aussi connu pour ses propriétés angiogéniques et régénératrices .

MATERIELS ET METHODES :  Dans cette étude, nous avions pour objectif de tester les effets régénérateurs de l’administration d’EPO dans un modèle expérimental de bar commun (Dicentrarchus labrax) soumis à une amputation de la nageoire caudale.

RESULTATS : Les poissons traités avec de l’érythropoïétine (3000 UI d’EPO-alpha recombinante humaine immédiatement après l’amputation et après 15 jours) ont montré une augmentation de la vitesse de croissance de leurs nageoires par rapport à ceux non traités (variance anova : P : 0.01 vs P : 0.04). En analysant la longueur de la nageoire à des moments définis (15 et 30 jours après l’amputation), les poissons traités avec l’EPO montraient toujours une longueur supérieure comparée à ceux non traités (T-15 : 1.1 +/- 0.2 vs. 0.7 +/- 0.2 cm, P : 0.03; T-30 : 1.9 +/- 0.3 vs. 1.2 +/- 0.2 cm, P : 0.01). De plus, l’administration d’EPO exogène a induit une augmentation très importante des niveaux d’EPO dans le sang à chaque point d’observation (T-15 : 2240 +/- 210 vs. 16.7 +/- 1.8 mU mL(-1), P < 0.001; T-30 : 2340 +/- 190 vs. 17.1 +/- 1.9 mU mL(-1), P < 0.001), alors que ces niveaux restaient relativement stables chez les poissons non traités. Les analyse immunochimiques réalisées par observations microscopiques au laser confocal ont montré une augmentation de l’expression des récepteurs à l’EPO et PECAM-1 (marqueur endothélial de surface de naissance des vaisseaux) dans les tissus en régénération, alors qu’aucun signe d’inflammation ou de fibrose n’était identifiable.

CONCLUSIONS :  Tous ces éléments confirment que l’EPO est un nouveau facteur impliqué dans les processus de régénérescence, et suggère également une utilité future potentielle pour de nouvelles applications thérapeutiques dans le domaine de la médecine régénératrice humaine.

Mais l’inconvénient potentiel est le suivant :

Woods PR, Campbell G, Cowell R. Anémie non-régénérative associée à l’administration d’érythropoïétine humaine chez un cheval de course pur-sang [Nonregenerative anaemia associated with administration of recombinant human erythropoietin to a Thoroughbred racehorse]. Equine Vet J 29(4):326-328, 1997.

 

Piercy RJ, Swardson CJ, Hinchcliff KW. Hypoplasie érythroïde et anémie après l’administration d’érythroipoiétine recombinante humaine chez deux chevaux [Erythroid hypoplasia and anemia following administration of recombinant human erythropoietin to two horses]. J Am Vet Med Assoc 212(2):244-247, 1998.

Un hongre Standardbred et un poulain ont été examinés pour de mauvaises performances et de l’anémie. Chaque cheval avait reçu de l’érythropoïétine recombinante humaine (rhEPO; 4000 UI) au moins deux fois au cours des 2 à 4 derniers mois. Les chevaux avaient un hématocrite de 16 et 24%, un taux sérique de fer de 210 et 304 microgrammes/dL (intervalle de référence, 73 à 140 microgrammes/dL), une capacité totale en fixation du fer de 239 et 321 microgrammes/dL (intervalle de référence, 266 à 364 microgrammes/dL), des valeurs de pourcentage de saturation de la transferrine par le fer de 87.9 et 94% (intervalle de référence, 20 à 52%) et une concentration sérique en ferritine de 255 et 355 ng/mL (intervalle de référence, 43 à 261 ng/mL), respectivement. Il n’y avait aucun signe aux analyses de laboratoire d’hémolyse à médiation immune, ou de cause infectieuse ou inflammatoire de l’anémie. L’examen d’une biopsie de moelle osseuse sternébrale a révélé une hypoplasie généralisée de la moelle osseuse ; les ratios myéloïdes/érythroïdes étaient de 6.7 et 3.2. Une hypoplasie érythroïde modérée à marquée a été diagnostiquée chez les deux chevaux. Comparé au sérum d’un cheval contrôle sain, le sérum des chevaux atteints inhibait la prolifération des progéniteurs érythroïdes induite par la rhEPO in vitro. Les résultats suggéraient que les chevaux avaient développé des anticorps anti-rhEPO, ayant une réaction croisée avec l’érythropoïétine endogène, et donc inhibant l’érythropoièse. Les chevaux sont rentrés chez eux avec pour instructions d’arrêter l’administration de rhEPO et d’administrer de la dexaméthasone. Cinq mois plus tard, les deux chevaux étaient de retour à l’entrainement. Pour un des chevaux, l’hématocrite avait augmenté à 35% et l’autre cheval n’a pu être réexaminé.

Ainsi, la conclusion est que je pense qu’il y a beaucoup de risques et des bénéfices potentiels probablement très limités. C’est aussi très couteux et peut être difficile à trouver. Mais SI vous souhaitez l’utiliser, je recommanderais de l’utiliser à une dose autour de 100 U/kg. Il y a un risque de production d’anticorps si vous utilisez la darbopoiétine plutôt que l’Epogen ou le Procrit, mais cela n’a pas été investigué chez les reptiles. Je commencerais TOUJOURS par donner du fer dextran d’abord. Bonne chance.

Validation RACE

Ce programme 776-38004 est approuvé par le Registre de Formation Continue (Registry of Continuing Education ou R.A.C.E.) de l’Association Américaine des Boards d’Etat Vétérinaires (American Association of Veterinary State Boards ou AAVSB) pour 1.00 crédit CE pour les vétérinaires et/ou les techniciens vétérinaires. Cette approbation RACE est de catégorie Deux : Clinique Non-Scientifique, via une prestation de type Distance-Interactive/Distance Non-Interactive. Cette approbation est valide dans les juridictions qui reconnaissance le RACE AASVB ; cependant les participants sont responsables de s’assurer de remplir tous les critères de formation continue de leur board. Le RACE n’accrédite, ne cautionne ou ne certifie aucun programme ni personne, ni ne valide le contenu du programme.