Points clés
- La fréquence cardiaque et l’oxygénation du sang devrait idéalement être surveillées au cours de chaque anesthésie.
- La saturation de l’hémoglobine en oxygène dans le sang artériel devrait être supérieure à 95% chez la plupart des espèces.
- Même lorsque la petite taille du patient (mammifères exotiques de compagnie) ou l’absence de validation (oiseaux et reptiles) limitent la précision des mesures d’oxymétrie de pouls, des tendances peuvent être observées au cours de l’anesthésie et fournir des indices utiles pour le statut clinique du patient.
- Cet article fait partie d’une série sur la surveillance anesthésique chez les espèces d’animaux exotiques. Les autres sujets disponibles incluent: la pression sanguine, la capnométrie, l’électrocardiographie, et lasurveillance des signes vitaux.
Comment fonctionne l’oxymétrie de pouls?
- Le pourcentage de saturation en oxygène du sang artériel (SpO2) est mesuré en détectant les changement d’absorption de la lumière passant au travers des tissus. Le système est calibré en utilisant la courbe de dissociation de l’oxygène à l’hémoglobine (Fig 1).
- L’oxymètre de pouls mesure également les variations de ce signal associées à chaque battement cardiaque et utilise cette information pour calculer la fréquence cardiaque. Certains moniteurs peuvent être ajustés pour compter les pulsations jusqu’à 400 battements par minute.
- La force du signal pulsatile, habituellement affichée sous la forme d’un graphique en barre ou de courbes, fourni des indications relative au flux sanguin au travers des tissus.
- La courbe pulsatile renseigne sur le rythme cardiaque.
Figure 1. Cette courbe de dissociation de l’oxygène à l’hémoglobine illustre la relation non linéaire entre la pression partielle en oxygène et le pourcentage d’hémoglobine totale saturée avec l’oxygène à une température et un pH corporels normaux. Crédit photographique: Diberri via Wikimedia Commons
Matériel
Les sondes d’oxymétrie de pouls se présentent sous différentes tailles et formes et peuvent être adaptés et utilisées dans des situations diverses (Fig 2)(Table 1). Les sites adaptés pour le positionnement de la sonde incluent la langue, l’oreille, la queue, le lit unguéal, et les coussinets.
- Un petit capteur à réflectance plat peut être inséré dans le pavillon auriculaire. Le capteur peut également être fixé à l’aide d’un ruban adhésif en regard d’une artère superficielle, souvent après que les poils aient été tondus.
- Les capteurs de type « pince autocollante » se présentent comme des capteurs plats en bandeau et peuvent être placés autour d’un doigt, d’un membre, de la queue, ou être appliqué contre des muqueuses.
- Un capteur de type « pince » peut être placé sur la langue, le pavillon auriculaire, un doigt, ou la queue (Fig 3, Fig 4). Utilisez les pinces avec précaution car celles-ci peuvent avoir un effet garrot et provoquer une obstruction du flux sanguin (Fig 5).
- Un grand capteur à réflectance plat peut être placé dans le rectum/cloaque, le pavillon auriculaire, l’œsophage, ou contre le palais. Ce capteur peut être fixé à l’aide d’un ruban adhésif en regard d’une artère où les poils ont été tondus.
Figure 2. Sonde d’oxymétrie de pouls. De gauche à droite: capteur à réflectance plat, bandeau à réflectance, petit capteur pince, grand capteur pince, capteur à réflectance plat (rectal). Crédit photographique: Katrina Lafferty, CVT, VTS. Cliquez sur l’image pour l’agrandir.
Figure 3. Lapin (Oryctolagus cuniculus) avec un grand capteur d’oxymétrie de pouls de type pince sur la langue (gauche) et le pavillon auriculaire (droite). Crédit photographique: Katrina Lafferty, CVT, VTS. Cliquez sur l’image pour l’agrandir.
Figure 4. Mise en place de capteurs d’oxymétrie de pouls sur les coussinets d’un furet (Mustela putorius furo) (gauche) et d’un cochon d’inde (Cavia porcellus) (droite). Crédit photographique: Katrina Lafferty, CVT, VTS. Cliquez sur l’image pour l’agrandir.
Figure 5. Furet (Mustela putorius furo) chez qui un capteur d’oxymétrie de pouls de type pince a été laissé pendant une période de temps prolongée. L’extrémité de la langue a été perdue et a nécessité un débridement. Crédit photographique: Katrina Lafferty, CVT, VTS.
| Table 1. Options pour le Positionnement du Capteur d’Oxymétrie de pouls chez certains animaux exotiques sélectionnés | ||||||
|---|---|---|---|---|---|---|
| Lapins | Furets | Rongeurs | Oiseaux | Lézards, Chéloniens | Serpents | |
| Queue | P (certaines espèces) | P (certaines espèces) | ||||
| Orteils/Pattes | P | P | P | P | P | |
| Ailes | P | |||||
| Cloaque/Rectum | R | R | R | R | R | R |
| Scrotum/Vulve | P | P | P | |||
| Pavillon auriculaire | P | |||||
| Canal auriculaire | R | |||||
| Langue | P | P | P | p | P (certaines espèces) | |
| Cavité orale | R | R | R | R | R | R |
| Œsophage/jabot | R | R | R | R | R | R |
| R = Capteur à réflectance ou capteur rectal P = Capteur pince | ||||||
Diagnostic des anomalies & limitations
Il existe de nombreux facteurs qui affectent l’oxymétrie de pouls (Fig 6)(Table 2).12 En cas d’obtention d’un mauvais signal, essayez de tondre les poils ou de repositionner le capteur d’oxymétrie de pouls. Lorsqu’un capteur placé sur la langue fourni un mauvais signal, essayer d’humidifier la langue puis de repositionner le capteur. Certains capteurs fonctionnent également mal en pleine lumière, de sorte qu’il peut être intéressant d’essayer de le couvrir avec un champ ou une éponge.8
Figure 6. Dragon barbu (Pogona vitticeps) avec un capteur d’oxymétrie de pouls appliqué sur la cuisse. La précision et la fiabilité de l’oxymétrie de pouls peuvent être affectées par une variété de facteurs de sorte qu’il faut toujours comparer la fréquence cardiaque affichée avec la fréquence déterminée par d’autres moyens tels qu’un ECG ou un Doppler. Crédit photographique : Katrina Lafferty, CVT, VTS. Cliquez sur l’image pour l’agrandir.
Les oxymètres de pouls sont raisonnablement précis et fiables à des niveaux de saturation en oxygène normaux mais deviennent de plus en plus imprécis et de moins en moins fiables à mesure que les niveaux chutent (Table 2).8 Les oxymètres de pouls sont également sensibles aux artefacts de mouvement, ce qui peut provoquer des difficultés au cours des stades avancés du réveil.8 Une diminution ou une perte du signal de saturation en oxygène peut être causée par une diminution de la perfusion tissulaire secondaire à une insuffisance cardiovasculaire, une diminution de la pression sanguine, une hypothermie, une vasoconstriction provoquée par les agents anesthésiques, et en particulier les alpha-2 agonistes, ainsi que l’état de choc.8,12
| Table 2. Causes de mesures faussées de SpO27 | ||
|---|---|---|
| Faussement basse | Faussement normal | Faussement élevé |
|
|
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| SpO2: saturation en oxygène de l’hémoglobine dans le sang artériel * Résultant d’une absorption diminué de la lumière rouge ou infrarouge. Toujours vérifier et repositionner le capteur lorsque vous vous préparez à entreprendre des actions pour corriger l’hypoxie. 7 ** Les pulsations veineuses peuvent se produire lorsque la sonde est placée de façon trop serrée. |
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Mammifères Exotiques de Compagnie
Bien que le spectre d’absorption de l’hémoglobine varie, les valeurs sont suffisamment similaires pour permettre aux oxymètres conçus pour les humains d’être utilisés avec succès chez la plupart des mammifères.8 Les oxymètres de pouls sont particulièrement utiles chez les espèces les plus grandes. Chez les petits patients, l’oxymètre ne fonctionne pas aussi bien en raison du faible volume de tissu disponible.8 Malgré ces limites techniques, l’oxymétrie de pouls est considérablement plus fiable que l’évaluation clinique seule chez les petits mammifères (Fig 7).8 Il existe certains instruments conçus pour les petits patients. J’ai eu de bons résultats avec les oxymètres de pouls de chez Nonin Médical (Plymouth, MN USA), Surgivet (Smiths Medical, Norwell MA USA), et Sentier Vetcorder (Brookfield, WI).
La saturation en oxygène de l’hémoglobine du sang artériel (SpO2) devrait être supérieure à 95% chez la plupart des espèces.7,12
Figure 7. Un phalanger Volant (Petaurus breviceps) avec une petite sonde pince d’oxymétrie de pouls et une sonde Doppler. Crédit photographique: Katrina Lafferty, CVT, VTS. Cliquez sur l’image pour l’agrandir.
Oiseaux
L’oxymétrie de pouls n’a pas été validée chez les oiseaux. 10 Les caractéristiques d’absorption de l’hémoglobine humaine et aviaire oxygénée et désoxygénée sont différentes ce qui conduit à une sous-estimation de la saturation en hémoglobine chez les patients aviaires.10,13 Néanmoins, les oxymètres sont souvent utilisés pour mesurer les tendances de la saturation en oxygène et la fréquence cardiaque (Fig 8). 12
Figure 8. Il est souvent difficile de trouver un site approprié pour placer la sonde d’oxymétrie de pouls chez le patient aviaire. L’utilisation d’une petite sonde pince est illustrée ici sur la palmure interdigitée d’un canard. Les pigments peuvent parfois rendre ce site inutilisable pour une sonde à transmission. Crédit photographique: Katrina Lafferty, CVT, VTS. Cliquez sur l’image pour l’agrandir.
Reptiles
L’utilisation de l’oxymétrie de pouls demeure le sujet de controverses chez les reptiles en raison des limites techniques et de la forte probabilité d’erreurs de mesures et d’artefacts. 2,6,11,12. Les sondes à transmission ne fournissent pas de mesures cohérentes lorsqu’elles sont apposées sur la peau épaisse et pigmentée des reptiles (Fig 9). Une sonde à réflectance placée dans l’œsophage ou le cloaque pourrait maximiser les mesures d’oxymétrie (Fig 10). 2,5
Figure 9. Tortue peinte (Chrysemys picta) avec une sonde d’oxymétrie de pouls placée sur le membre antérieur. Crédit photographique: Katrina Lafferty, CVT, VTS. Cliquez sur l’image pour l’agrandir.
Figure 10. Serpent avec une petite sonde plate à réflectance placée dans le cloaque. Le maintien d’une position appropriée et constante peut représenter un défi avec les capteurs “rectaux” et des ajustements fréquents sont souvent nécessaires pour assurer un contact adéquat avec les tissus. Crédit photographique: Katrina Lafferty, CVT, VTS. Cliquez sur l’image pour l’agrandir.
Chez les iguanes verts (Iguana iguana), les absorbances de l’oxyhémoglobine (660 nm) et de la deoxyhémoglobine (990 nm) étaient similaires aux valeurs chez les mammifères, 2,6 toutefois les courbes de dissociation de l’oxygène à l’hémoglobine chez les reptiles sont souvent largement différentes par rapport à celles des Mammifères. 2, 4,9 Comme chez les oiseaux, l’oxymétrie de pouls est souvent utilisée seulement pour évaluer l’existence de tendances chez les patients reptiliens plutôt que pour la mesure de valeurs de saturation absolues. 2
Conclusion
Bien que l’oxymétrie de pouls puisse représenter un défi chez les patients d’espèces exotiques, il est possible de maximiser la fonctionnalité de cette technique de surveillance avec de la pratique, de la patience et de la créativité. Chaque groupe taxonomique présente des variations anatomiques et il est important de comprendre quelles sont les paramètres de surveillance attendus pour chacun.
Références
Références
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2. Bertelsen MF. Squamates (snakes and lizards). In: West G, Heard D, Caulkett N (eds). Zoo Animal and Wildlife Immobilization and Anesthesia, 2nd ed. Ames, IA: Wiley Blackwell; 2015:657-659.
3. Chan ED, Chan MM, Chan MM. Pulse oximetry: understanding its basic principles facilitates appreciation of its limitations. Respir Med 107(6):789-799, 2013.
4. Damsgaard C, Storz JF, Hoffman FG, Fago A. Hemoglobin isoform differentiation and allosteric regulation of oxygen binding in the turtle, Trachemys scripta. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol 305(8):R961-R967, 2013.
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10. Hawkins MG, Zehnder AM, Pascoe PJ. Cagebirds. In: West G, Heard D, Caulkett N (eds). Zoo Animal and Wildlife Immobilization and Anesthesia, 2nd ed. Ames, IA: Wiley Blackwell; 2015:770-772.
11. Hernandez-Divers SM, Schumacher J, Stahl S, et al. Comparison of isoflurane and sevoflurane anesthesia after premedication with butorphanol in the green iguana (Iguana iguana). J Zoo Wildl Med 36(2):169-175, 2005.
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13. Schmitt PM, Göbel T, Trautvetter E. Evaluation of pulse oximetry as a monitoring method in avian anesthesia. J Avian Med Surg 12(2):91-99, 1998.
LECTURES COMPLEMENTAIRES
Nevarez JG. Monitoring during avian and exotic pet anesthesia, Semin Avian Exot Pet Med 14(4):277-283, 2005.
Storz JF, Natarajan C, Moriyama H, et al. Oxygenation properties and isoform diversity of snake hemoglobins. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol 309(9):R1178-R1191, 2015.
Thawley V, Waddel LS. Pulse oximetry and capnometry. Topics in Companion Animal Medicine 28(3):124-128, 2013.
Torsoni MA, Stoppa GR, Turra A, Ogo SH. Functional behavior of tortoise hemoglobin Geochelone denticulata. Braz J Biol 62(4A): 725-733, 2002.